我要用western检测一种细胞系中分泌蛋白的表达,eg:细胞因子,是检测培养液中的蛋白还是细胞抽提物种的呢

来源：学生作业帮编辑：搜狗做题网作业帮分类：生物作业时间：2024/08/07 02:56:39

我要用western检测一种细胞系中分泌蛋白的表达,eg:细胞因子,是检测培养液中的蛋白还是细胞抽提物种的呢
我个人觉得分泌蛋白是通过分泌到细胞外之后产生作用的,那就应该检测培养液中的蛋白了,但是又是从细胞中分泌出来的,检测细胞抽提物中的应该也说得通,那究竟应该以那个为准呢?或者两个都检测,研究某种物质对此蛋白的表达量的影响时,两个地方的蛋白含量变化检测结果会是一致的吗?
或者不用western,其它的方法?免疫组化?

你不妨对细胞内外的蛋白都做一个检测,但是检测细胞外的蛋白比较麻烦.因为培养基的成分本身很复杂.等细胞长满后用完全培养基培养24小时,然后用PBS洗两遍,加Hepes溶液,使细胞覆盖就行.培养2-3天收集培养液离心,浓缩上清至原体积的1/30-1/10,然后做western检测.如果还检测不出来就用上述液做个免疫沉淀,然后做western.但这样就误差太大,基本看不出来变化.所以建议：（1）以细胞内的蛋白做,刺激时间不要过长.（2）用表达量与此蛋白有直线相关的其他蛋白来代替,比如其信号通路上下游的一些激酶之类的.
再问：觉得你说的最靠谱，你说浓缩上清至原体积的1/30-1/10，是浓缩离心还是氮吹？这个时间应该有点长，总觉得怕蛋白降解或者不稳定啊。我看的文献都是取上清做的，但是没有说具体操作。老师的建议是细胞抽提物和上清液同时上样检测。怕用细胞抽提物来做与实际表达量的相关性不好，你有没有见过类似的文献或者操作protocol的啊？
再答：我做过类似的实验。浓缩的时候用的透析袋，但这种做法误差大。蛋白是降解，但能检测出来。直接点上清液是没用的，很难检测到上清中细胞分泌的蛋白。因为浓度太小。细胞抽提物可以。不能说没有相关性，因为就算是分泌蛋白细胞里边还会有的。

为什么同样的蛋白在两次western blot检测中蛋白量相差那么大啊? 用western检测真核表达的带有flag标签的融合蛋白时,能用目的蛋白本身的抗体进行检测,但用flag抗体确无法 elisa能否用于检测蛋白的表达重组蛋白的检测通过SDS-PAGE中重组蛋白在蛋白MARKER的位置判断蛋白的表达情况和通过用标签抗体检测重组蛋白判我做western从细胞中提目的蛋白,用RIPA裂解液提蛋白,请问裂解液和细胞加入的比例是多少? 绿色荧光蛋白的作用是被用作检测还是表达？ western检测融合蛋白中mGM-csf的一抗二抗具体怎么选择? 饲料中真蛋白的检测方法如果某种蛋白在细胞中低表达,用流式细胞术能不能检测到?不需要定量,只需要能检测到!流式细胞仪检查蛋白表达的敏感度跟wes 哪些是分泌蛋白?分泌蛋白的合成和运输过程中经历了哪些细胞器或细胞结构? 通过结构性分泌途径排除到细胞外的物质是分泌蛋白还是消化酶?. 细胞免疫荧光检测蛋白表达,所用破膜的试剂除TritonX100外都有哪些?